Fosforilación oxidativa

La fosforilación oxidativa es un proceso metabólico que utiliza energía liberada por la oxidación de nutrientes para producir adenosina trifosfato (ATP). Se le llama así para distinguirla de otras rutas que producen ATP con menor rendimiento, llamadas "a nivel de sustrato". Se calcula que hasta el 90 % de la energía celular en forma de ATP es producida de esta forma.^[1]​

Consta de dos etapas: en la primera, la energía libre generada mediante reacciones químicas redox en varios complejos multiproteicos —conocidos en su conjunto como cadena de transporte de electrones— se emplea para producir, por diversos procedimientos como bombeo, ciclos quinona/quinol o bucles redox, un gradiente electroquímico de protones a través de una membrana asociada en un proceso llamado quimiosmosis. La cadena respiratoria está formada por tres complejos de proteínas principales (complejo I, III, IV), y varios complejos «auxiliares», utilizando una variedad de donantes y aceptores de electrones. Los tres complejos se asocian en supercomplejos para canalizar las moléculas transportadoras de electrones, la coenzima Q y el citocromo c, haciendo más eficiente el proceso.

La energía potencial de ese gradiente, llamada fuerza protón-motriz, se libera cuando se translocan los protones a través de un canal pasivo, la enzima ATP sintasa, y se utiliza en la adición de un grupo fosfato a una molécula de ADP para almacenar parte de esa energía potencial en los enlaces anhidro «de alta energía» de la molécula de ATP mediante un mecanismo en el que interviene la rotación de una parte de la enzima a medida que fluyen los protones a través de ella. En vertebrados, y posiblemente en todo el reino animal, se genera un ATP por cada 2,7 protones translocados. Algunos organismos tienen ATPasas con un rendimiento menor.

Existen también proteínas desacopladoras que permiten controlar el flujo de protones y generar calor desacoplando ambas fases de la fosforilación oxidativa.

Aunque las diversas formas de vida utilizan una gran variedad de nutrientes, casi todas realizan la fosforilación oxidativa para producir ATP, la molécula que provee de energía al metabolismo. Esta ruta es tan ubicua debido a que es una forma altamente eficaz de liberación de energía, en comparación con los procesos alternativos de fermentación, como la glucólisis anaeróbica.

Pese a que la fosforilación oxidativa es una parte vital del metabolismo, produce una pequeña proporción de especies reactivas del oxígeno tales como superóxido y peróxido de hidrógeno, lo que lleva a la propagación de radicales libres, provocando daño celular, contribuyendo a enfermedades y, posiblemente, al envejecimiento. Sin embargo, los radicales tienen un importante papel en la señalización celular, y posiblemente en la formación de enlaces disulfuro de las propias proteínas de la membrana interna mitocondrial. Las enzimas que llevan a cabo esta ruta metabólica son blanco de muchas drogas y productos tóxicos que inhiben su actividad.

El estudio de la fosforilación oxidativa se inició en 1906 con el informe de Arthur Harden sobre el papel vital del fosfato en la fermentación celular, aunque inicialmente se pensaba que solo los azúcar-fosfato estaban involucrados.^[2]​ Sin embargo, a principios de los años 1940, la relación entre la oxidación de los azúcares y la generación de ATP fue establecida de forma definitiva por Herman Kalckar,^[3]​ confirmando el papel central del ATP en la transferencia de energía, que había sido propuesto por Fritz Albert Lipmann en 1941.^[4]​ Más tarde, en 1949, Friedkin y Morris Albert L. Lehninger demostraron que la coenzima NADH se encuentra relacionada con vías metabólicas tales como el ciclo del ácido cítrico y la síntesis de ATP.^[5]​

Durante otros veinte años, el mecanismo por el cual se generaba el ATP siguió siendo un misterio, con científicos buscando un elusivo «intermediario de alta energía», que enlazara las reacciones de oxidación y fosforilación.^[6]​ El misterio fue resuelto por Peter D. Mitchell con la publicación de la teoría quimiosmótica en 1961.^[7]​ En un principio la propuesta fue muy controvertida, pero fue aceptada lentamente y finalmente Mitchell recibió el Premio Nobel de Química en 1978 por su teoría.^[8]​^[9]​ La investigación posterior se centró en la purificación y caracterización de las enzimas involucradas, con importantes contribuciones realizadas por David E. Green sobre los complejos de la cadena de transporte de electrones, así como de Efraim Racker sobre la ATP sintasa.^[10]​ Un paso fundamental hacia la solución de los mecanismos de la ATP sintasa fue proporcionada por Paul D. Boyer, con su desarrollo en 1973 del mecanismo de «cambio de unión», seguido por su radical propuesta de un sistema de catálisis rotacional en 1982.^[11]​^[12]​ Los trabajos más recientes incluyen estudios estructurales de las enzimas involucradas en la fosforilación oxidativa, llevados a cabo por John E. Walker, habiendo obtenido Walker y Boyer el Premio Nobel en 1997.^[13]​

La fosforilación oxidativa funciona con dos tipos de reacciones que están acopladas, una utiliza reacciones químicas que liberan energía, mientras que la otra utiliza esa energía para llevar a cabo sus reacciones.^[14]​ El flujo de electrones a través de la cadena de transporte de electrones, desde donantes de electrones como NADH a aceptores de electrones tales como oxígeno, es un proceso exergónico —libera energía—, mientras que la síntesis de ATP es un proceso endergónico, el cual requiere de energía. Tanto la cadena de transporte de electrones como la ATP sintasa, están embebidos en la membrana, y la energía es transferida de la cadena de transporte de electrones a la ATP sintasa por el movimiento de protones a través de la membrana, en un proceso llamado quimiosmosis.^[15]​ En la práctica, se comporta de manera similar a un simple circuito eléctrico, con una corriente de protones siendo transportados desde el lado negativo, lado N de la membrana hacia el lado positivo, lado P, por las enzimas de la cadena de transporte de electrones que bombean protones. Estas enzimas son como una batería, ya que realizan trabajo, para llevar corriente a través del circuito. El movimiento de protones crea un gradiente electroquímico a través de la membrana, el cual es llamado generalmente fuerza protón-motriz. Este gradiente tiene dos componentes: una diferencia en la concentración de protones (un gradiente de pH) y una diferencia en el potencial eléctrico, con un lado N, que posee carga negativa. La energía es almacenada mayormente como la diferencia de potenciales eléctricos en la mitocondria, pero también como un gradiente de pH en los cloroplastos.^[16]​

La ATP sintasa libera esta energía almacenada completando el circuito y permitiendo a los protones fluir a través del gradiente electroquímico, de nuevo hacia el lado N de la membrana.^[17]​ Esta enzima se comporta de manera similar a un motor eléctrico ya que utiliza la fuerza protón-motriz para llevar a cabo la rotación de parte de su estructura y acoplar este movimiento con la síntesis de ATP.

La cantidad de energía liberada por la fosforilación oxidativa es elevada, comparada con la cantidad producida por la fermentación anaeróbica. La glucólisis produce solo dos moléculas de ATP, en cambio entre 30 y 36 ATP son producidos por la fosforilación oxidativa de los 10 NADH y 2 succinato obtenidos a través de la conversión de una molécula de glucosa en dióxido de carbono y agua.^[18]​ Este resultado de ATP es el máximo teórico, ya que en la práctica algunos protones se filtran a través de la membrana, disminuyendo así la producción de ATP.^[19]​

La cadena de transporte de electrones transporta tanto protones como electrones, transfiriendo electrones desde donantes hacia aceptores, y transportando protones a través de la membrana. Estos procesos utilizan moléculas de transferencia tanto solubles como unidas a proteínas. En la mitocondria, los electrones son transferidos dentro del espacio intermembranal por la proteína de transferencia de electrones solubles en agua, citocromo c.^[20]​ Esto transporta solamente electrones, y estos son transferidos por la reducción y oxidación de un átomo de hierro que se encuentre en el grupo hemo de la proteína. El citocromo c se encuentra también en algunas bacterias, donde se ubica en el espacio periplasmático.^[21]​

Dentro de la membrana interna mitocondrial, el transportador de electrones liposoluble, la coenzima Q10 (Q) transporta tanto electrones como protones a través de un ciclo redox.^[22]​ Esta pequeña molécula de benzoquinona es muy hidrófobica, de modo que difunde libremente en la membrana. Cuando Q acepta dos electrones o libera dos protones, es reducida a su forma ubiquinol (QH₂); cuando QH₂ libera dos electrones o acepta dos protones, es oxidada a su forma original de ubiquinona (Q). Como resultado, si dos enzimas están organizadas de modo que Q es reducida de un lado de la membrana y QH₂ oxidada en el otro, la ubiquinona se acoplará a estas reacciones y actuará como lanzadera de protones a través de la membrana.^[23]​ Algunas cadenas de transporte de electrones bacterianas utilizan quinonas diferentes, como la menaquinona, aparte de la ubiquinona.^[24]​

Dentro de las proteínas, los electrones son transferidos entre cofactores de flavina,^[17]​^[25]​ centros hierro-azufre, y citocromos. Existen varios tipos de centros hierro-azufre; los más simples que se encuentran en la cadena de transferencia de electrones consisten en dos átomos de hierro unidos por dos átomos azufre inorgánico; estos son centros [2Fe–2S]. El segundo tipo, los centros [4Fe–4S], contienen un cubo de cuatro átomos de hierro y cuatro de azufre. Cada átomo de hierro en estos centros es coordinado por un aminoácido, generalmente por el átomo de azufre de la cisteína. Los iones metálicos cofactores atraviesan por reacciones redox sin unir o liberar protones, de modo que en la cadena de transporte de electrones sirven solamente para el transporte de electrones entre proteínas. Los electrones se desplazan largas distancias a través de las proteínas saltando entre las cadenas que forman estos cofactores.^[26]​ Esto ocurre por efecto túnel, el cual es rápido sobre distancias menores a 1,4⁻⁹ m.^[27]​

Muchos procesos bioquímicos catabólicos, tales como la glucólisis, el ciclo de Krebs y la beta oxidación, producen la coenzima reducida NADH. Esta coenzima contiene electrones que tiene un elevado potencial de transferencia; es decir, que liberan una gran cantidad de energía tras su oxidación. Sin embargo, la célula no libera toda esta energía a la vez, si no sería una reacción incontrolable. En vez de ello, los electrones son eliminados del NADH y transferidos al oxígeno a través de una serie de enzimas cada una de las cuales libera una pequeña cantidad de energía. Este conjunto de enzimas, que consiste en complejos, del I al IV, llamado cadena de transporte de electrones se encuentra en la membrana de la mitocondria. El succinato también es oxidado por la cadena de transporte de electrones, pero entra en la vía metabólica por un punto diferente.

En eucariotas, las enzimas en este sistema de transporte de electrones utilizan la energía liberada de la oxidación de NADH para bombear protones a través de la membrana interna mitocondrial. Esto provoca una acumulación de protones en el espacio intermembrana, y genera un gradiente electroquímico a través de la membrana. La energía almacenada en este potencial es luego utilizada por la ATP sintasa para producir ATP. La fosforilación oxidativa en las mitocondrias de organismos eucariotas es el ejemplo de este proceso mejor comprendido. Las mitocondrias están presentes en casi todos los eucariotas, con la excepción de los protozoarios anaeróbicos tales como Trichomonas vaginalis que en su lugar reducen protones a hidrógeno en una reminiscencia de mitocondria llamada hidrogenosoma.^[28]​

Se ha comprobado que las enzimas de la cadena respiratoria se sitúan preferentemente en la membrana de las crestas mitocondriales. La membrana crestal está enriquecida en los componentes de estos complejos, aproximadamente en un 70 % del total. Se ha sugerido que esta distribución asimétrica podría deberse a que las juntas crestales suponen una barrera dinámica.^[29]​

La NADH-ubiquinona oxidorreductasa, también conocida como NADH deshidrogenasa o complejo I, es el primer complejo proteico en la cadena de transporte de electrones. Es uno de ensamblajes enzimáticos de membrana de mayor tamaño, y el mayor de la cadena respiratoria.

En términos generales, la reacción que cataliza es la oxidación de NADH y la transferencia de dos electrones a una quinona, normalmente una ubiquinona de entre 8 y 10 isoprenilos, aunque admite varios sustratos análogos. Posteriormente utiliza la energía liberada en esta reacción para la translocación de cuatro protones desde la matriz al espacio de intermembrana. La existencia de complejos I translocadores de Na⁺, aunque ha sido postulado en procariotas, hoy en día no se sustenta en la evidencia.^[31]​ En bacterias marinas y patógenas, como Vibrio cholerae existe una enzima diferente y sin aparente homología, la NADH:Ubiquinona oxidoreductasa dependiente de sodio, que bombea un ion Na⁺ por electrón en lugar protones.^[32]​

La ecuación global de esta reacción es:

${\displaystyle {\mbox{NADH + Q + 5H}}_{matriz}^{+}\rightarrow {\mbox{NAD}}^{+}+{\mbox{QH}}_{2}+{\mbox{4H}}_{citosol}^{+}}$^[33]​

Esta reacción tiene dos componentes termodinámicamente distintos: Uno muy favorable, la transferencia de dos electrones desde NADH hasta la quinona. Los siguientes parámetros para las correspondientes semirreacciones pueden variar por las condiciones de solución, de membrana y de la posición de la cabeza de la quinona dentro de ella:

${\displaystyle {\mbox{NAD}}^{+}+2{\mbox{H}}^{+}+2{\mbox{e}}^{-}\leftrightarrow {\mbox{NADH}}+{\mbox{H}}^{+}\ {\mathit {E}}_{pH7}=-0.33{\mbox{V}}}$

${\displaystyle Q+2H^{+}+2e^{-}\leftrightarrow QH_{2}\ {\mathit {E}}_{pH7}=+0.07{\mbox{V}}}$

Lo cual nos da un ${\displaystyle \Delta {\mbox{E}}_{ph7}=0.4V}$

La reacción global de oxidación de la quinona por NADH tiene lugar a una velocidad elevadísima (K_cat≈500 s^-1). La cinética y el mecanismo catalítico concreto se infieren de varios estudios, de tipo estructural a partir de la cristalografía de rayos X del complejo I de T. termophilus y de estudios de EPR a muy bajas temperaturas, conocida como "freeze quenching".^[34]​ La longitud que recorren los electrones desde el centro de unión a flavina hasta el último centro, el N2 es de unos 90 Å. El primer paso consiste en la transferencia de dos electrones desde el NADH a la Flavina mononucleótido en la subunidad NDFUV1. Aunque no está probado, parece ser que lo más probable es que esto suceda mediante transferencia del hidruro, (o sea, dos electrones y un protón) evitando de esa manera la formación del intermediario NAD^., que es inestable. Los estudios estructurales en T. thermophilus avalan esta posibilidad. Para ello, el NADH "apilaría" su anillo nicotinamida sobre el anillo isoaloxazina de la flavina, siendo el carbono C4 el donante de electrones en el NADH, y el aceptor sería el Carbono C5 de la flavina, separados ambos una distancia de unos 3,5 Å. En B.Taurus, a PH=7,8, los potenciales de NAD⁺ (-0,35 V) y de la flavina (-0,38 V)son muy próximos, de modo que este paso es reversible. Su velocidad es muy elevada: El proceso de unión de NADH, transferencia del hidrido y liberación de NAD⁺ tiene una K_cat^NADH/K_m^NADH>1 x 10⁷ M^-1 s^-1[35]​ Es decir, que tiene lugar en un tiempo menor de 90 μs, lo cual está por debajo de la capacidad de medición de los instrumentos actuales más precisos.^[34]​

El segundo paso es muy importante, porque los dos electrones no son transferidos simultáneamente a la quinona: Uno de ellos pasa a gran velocidad (≈90μs) por toda la cadena de centros [Fe-S] hacia el último de ellos, el N2, próximo a la quinona, mientras que el otro es transferido a un centro próximo a la flavina (12 Å), el N1a y a la misma velocidad, por lo que se supone que ambos centros tienen el máximo potencial reductor de toda la enzima. Una vez oxidados ambos centros, la enzima parece "pararse" 1ms, lo cual parece indicar que ese es el periodo en el que la enzima aún permanece ligada al NAD⁺ para evitar la entrada de un nuevo NADH. Dado que el centro más cercano es el N3, y está en la vía de N2, es muy probable que el primero de los electrones parta hacia este centro, dejando durante un breve instante a la flavina como un intermediario flavosemiquinona. A partir de ahí, el electrón que entra en N3 parte hacia los centros N1b, N4 y N5. Todos ellos tienen un potencial redox muy similar, de modo que el electrón estaría "equilibrado" moviéndose entre ellos. La velocidad a la que tiene lugar la transmisión desde el paso limitante, es decir, el más lento (que o bien es la oxidación del NADH o la reducción de FMN) hasta la quinona avala la idea de que esto se produce por efecto túnel, unido a que todos los centros, salvo el N7 se encuentran por debajo de la distancia limitante de 14 Å.^[36]​

Lo cierto es que durante el tiempo que la enzima aparentemente permanece unida al NAD^<+, no se detectan apenas señales del intermediario ubisemiquinona, lo cual significa que no es transferido a la semiquinona, y tampoco se detecta una caída significativa de energía libre. Se han propuesto varias explicaciones: El segundo electrón sería "retenido" en el centro N1a para evitar que se forme el intermediario flavosemiquinona, que podría generar radicales superóxido, puesto que este centro es fácilmente accesible al oxígeno. Entre tanto, el segundo electrón generaría un cambio conformacional suficiente para que pueda pasar el segundo y de esa manera ser transferidos casi simultáneamente a la quinona. En este momento se detecta el descenso en la energía libre.^[36]​ El lugar donde se une la quinona, entre las subunidades hidrofóbica e hidrofílica parece tener la suficiente holgura para aceptar una gran variedad de bloqueantes.^[37]​

Este sistema también puede producir radicales superóxido, pero la cantidad y los lugares donde se producen, así como los mecanismos y proporciones concretas son objeto de mucha controversia y problemas de interpretación; aunque deben ser elevados, se discuten las cifras de 1-4 % del oxígeno respirado para todo el sistema OXPHOS.^[38]​

Hasta el momento no se tenían datos completos de cristalografía de rayos X del complejo con resolución suficiente, pero recientemente se ha podido lograr un modelo para la bacteria Thermus thermofilus de entre 3,3-4 Å, con lo que se están esclareciendo algunos detalles del mecanismo catalítico que eran desconocidos.^[37]​

En mitocondrias bovinas es un heteromultímero que consta de 45 subunidades, con una masa molecular de 969 kilodaltons (kDa).^[39]​^[40]​^[41]​ En procariotas su tamaño es menor, y típicamente está formada por 14 subunidades y 10 cofactores, con un tamaño aproximado de 550 KDa.^[42]​ Todas ellas cuentan homólogos en la forma mitocondrial, y se cree que forman la llamada "enzima mínima" o nuclear, ya que se considera que son suficientes para la transducción energética.^[43]​ En plantas y algas el número de subunidades totales es 30, y en hongos, 37.^[44]​ Recientemente un análisis ha encontrado homólogos de tres de estas proteínas supernumerarias en el complejo I de α-proteobacterias, consideradas las antepasadas de las mitocondrias.^[45]​

El resto de subunidades del complejo I mitocondrial, llamadas «accesorias», o «supernumerarias», varía en su número según las especies, tienen funciones enzimáticas aparentemente no relacionadas con la transducción energética, y su función no se comprende completamente.^[46]​ Las siete subunidades "nucleares" del dominio intrínseco o de membrana son codificadas por el genoma mitocondrial, mientras que el resto lo son por el genoma nuclear. El ensamblaje de la enzima es muy complejo y no conocido en su totalidad, produciéndose patologías si surgen defectos.^[47]​

El complejo, que tiene forma de "L" consta de dos partes: una hidrofílica o extrínseca, que mira a la matriz o "lado P" de la membrana, y otra embebida en la propia membrana, llamada porción hidrofóbica o intrínseca. Las siete proteínas "nucleares" codificadas por el genoma mitocondrial se encuentran todas en esta porción. La enzima bovina, cuando se purifica en presencia de agentes caotrópicos suaves, puede disociarse en cuatro subcomplejos según las condiciones de tratamiento: Iα que comprende toda la porción extrínseca (Iλ) y parte de la intrínseca (Iγ) y la parte Iβ, que comprende casi toda la parte intrínseca. Funcionalmente consta de tres módulos: el módulo N, que une NADH y captura sus electrones transmitiéndolos al FMN y contiene los dos grupos prostéticos [2Fe-2S], el módulo Q, que contiene el resto de centros hierro sulfuro y transfiere esos electrones a la quinona, y por último el módulo P, encargado del bombeo de protones.^[47]​

La regulación de la actividad del complejo I se produce principalmente por tres mecanismos: Control de la expresión génica, integración en supercomplejos ("respirasomas") e interacciones con otras proteínas, en especial, modificaciones postaduccionales.^[39]​

Los complejos auxiliares de la cadena respiratoria son un grupo de complejos multiproteicos que realizan la transferencia de electrones sin bombear protones al espacio de intermembrana. En la mayoría de los casos ello se debe a que el potencial de reducción de sus sustratos está muy próximo al de las quinonas y es insuficiente para la translocación de protones. También se consideran dentro de este grupo las llamadas "oxidasas alternativas", que transfieren electrones al oxígeno sin pasar por el complejo III y la citocromo oxidasa (complejo IV).^[48]​

La enzima succinato-Q oxidorreductasa, también conocida como complejo II o sucinato deshidrogenasa, es el segundo punto de entrada en la cadena de transporte de electrones.^[49]​ Es inusual debido a que esta enzima es la única que forma parte de los procesos del ciclo de Krebs y de la cadena de transporte de electrones. El complejo II consiste en cuatro subunidades de proteínas y contiene unida como cofactor la flavín adenín dinucleótido (FAD), centros hierro-azufre, y un grupo hemo que no participa en la transferencia de electrones hacia la coenzima Q, pero que se cree es importante en disminuir la producción de especies reactivas del oxígeno.^[50]​^[51]​ Oxida el succinato a fumarato y reduce la ubiquinona. Debido a que esta reacción libera menos energía que la oxidación de NADH, el complejo II no transporta electrones a través de la membrana y no contribuye al gradiente de protones.

  ${\displaystyle {\mbox{Succinato}}+{\mbox{Q}}\rightarrow {\mbox{Fumarato}}+{\mbox{QH}}_{2}\,}$

En algunos eucariotas, tales como el helminto Ascaris suum, una enzima similar al complejo II, fumarato reductasa (menaquinol:fumarato oxidorreductasa, o QFR), opera de forma reversa oxidando ubiquinol y reduciendo fumarato. Esto permite al helminto sobrevivir en el ambiente anaeróbico del intestino grueso, llevando a cabo una fosforilación oxidativa anaeróbica con fumarato como aceptor de electrones.^[52]​ Otra función no convencional del complejo II es observada en el parásito que provoca la malaria Plasmodium falciparum. En este caso, la acción invertida del complejo II como oxidasa es importante para regenerar el ubiquinol, el cual el parásito utiliza como una forma inusual de biosíntesis de pirimidina.^[53]​

La flavoproteína de transporte de electrones ubiquinona oxidorreductasa (oxidorreductasa ETF-Q), también conocida como flavoproteína de transporte de electrones deshidrogenasa, es el tercer punto de entrada a la cadena de transporte de electrones. Es una enzima que acepta electrones de la flavoproteína de transferencia de electrones en la matriz mitocondrial, y utiliza estos electrones para reducir ubiquinona.^[54]​ Esta enzima contiene una flavina y un centro [4Fe–4S], pero, a diferencia de otros complejos respiratorios, se une a la superficie de la membrana y no atraviesa la bicapa lipídica.^[55]​

  ${\displaystyle {\mbox{ETF}}_{red}+{\mbox{Q}}\rightarrow {\mbox{ETF}}_{ox}+{\mbox{QH}}_{2}\,}$

En mamíferos, esta ruta metabólica es importante en la beta oxidación de ácidos grasos y el catabolismo de aminoácidos y colinas, al aceptar electrones de múltiples acetil-CoA deshidrogenasas.^[56]​^[57]​ En plantas, la oxidorreductasa ETF-Q también es importante en la respuesta que permite la supervivencia por extensos periodos de oscuridad.^[58]​

Muchos organismos eucariotas poseen cadenas de transporte de electrones diferentes a la de los mamíferos, que difieren mucho de las más estudiadas de estos últimos (descritas anteriormente). Por ejemplo, en plantas, existen NADH oxidasas que oxidan el NADH en el citosol en lugar de la matriz mitocondrial, y transfieren estos electrones a las reservas de ubiquinona.^[59]​ Estas enzimas no transportan protones, y por ello, reducen ubiquinona sin alterar el gradiente electroquímico a través de la membrana interna.^[60]​

Otro ejemplo de cadena de transporte de electrones divergente es la oxidasa alternativa, que es encontrada en plantas, así como algunos hongos, protistas y posiblemente algunos animales.^[61]​^[62]​ Esta enzima transfiere electrones directamente del ubiquinol al oxígeno.^[63]​

Las rutas de transporte de electrones producidos por estas oxidasas alternativas de NADH y ubiquinona tienen un menor rendimiento de ATP que la ruta completa. Las ventajas que se obtienen por estas rutas más cortas no son del todo conocidas. Sin embargo, las oxidasas alternativas son producidas como respuesta a situaciones de estrés ambiental, como el frío, especies reactivas del oxígeno e infección por patógenos, así como otros factores que inhiben la cadena de transporte de electrones completa.^[64]​^[65]​ Las rutas alternativas podrían, por lo tanto, aumentar la resistencia de los organismos ante daños, reduciendo el estrés oxidativo.^[66]​

La Q-citocromo c oxidorreductasa también conocida como citocromo c reductasa, complejo del citocromo bc₁, o simplemente complejo III.^[67]​^[68]​ En mamíferos, esta enzima es un dímero, con cada subunidad del complejo conteniendo once subunidades de proteínas, un centro hierro-azufre [2Fe-2S] y tres citocromos: un citocromo c₁ y dos citocromos b.^[69]​ Un citocromo es un tipo de proteína de transferencia de electrones que contiene al menos un grupo hemo. Los átomos de hierro dentro del grupo hemo del complejo III alternan entre sus estados de oxidación reducido (+2) y oxidado (+3) mientras los electrones son transferidos a través de la proteína.

La reacción catalizada por el complejo III es la oxidación de una molécula de ubiquinol y la reducción de dos moléculas de citocromo c, una proteína hemo libremente asociada con la mitocondria. A diferencia de la coenzima Q, que transporta dos electrones, el citocromo c transporta solo uno.

  ${\displaystyle {\mbox{QH}}_{2}+{\mbox{2Cit c}}_{ox}+{\mbox{2H}}_{matriz}^{+}\rightarrow {\mbox{Q}}+{\mbox{2Cit c}}_{red}+{\mbox{4H}}_{citosol}^{+}\,}$

Debido a que solo uno de los electrones puede ser transferido desde el donante QH₂ al aceptor citocromo c, a la vez, el mecanismo de reacción del complejo III es más elaborado que aquellos de los otros complejos respiratorios, y se da en dos pasos, llamados ciclo Q.^[70]​ En el primer paso, la enzima se une a tres sustratos, primero, QH₂, el cual es luego oxidado, siendo un electrón transferido al segundo sustrato, el citocromo c. Los dos protones liberados de QH₂ pasan al espacio intermembrana. El tercer sustrato es Q, el cual acepta el segundo electrón de QH₂ y es reducido a Q^.-, el cual es un radical libre de ubisemiquinona. Los primeros dos sustratos son liberados, pero este intermediario de ubisemiquinona permanece unido. En el segundo paso, una segunda molécula de QH₂ es unida y de nuevo pasa su primer electrón al aceptor citocromo c. El segundo electrón es transferido a la ubisemiquinona unida, reduciéndola a QH₂ mientras gana dos protones de la matriz mitocondrial. Este QH₂ es luego liberado de la enzima.^[71]​

Como la coenzima Q es reducida a ubiquinol en el lado interno de la membrana y oxidado a ubiquinona en el externo, hay una transferencia neta de electrones a través de la membrana, añadidos al gradiente de protones.^[17]​ El mecanismo más bien complejo de dos pasos por el cual sucede esto es importante, ya que incrementa la eficiencia de la transferencia de protones. Si, en lugar del ciclo Q, una molécula de QH₂ fuese utilizada directamente para reducir dos moléculas del citocromo c, la eficiencia se reduciría a la mitad, siendo transferido solo un protón por citocromo c reducido.^[17]​

La citocromo c oxidasa, también conocida como complejo IV, es el complejo final de proteínas en la cadena de transporte de electrones.^[72]​ En mamíferos esta enzima posee una estructura extremadamente compleja y contiene trece subunidades, dos grupos hemo, así como múltiples iones metálicos como cofactores – en todas, tres átomos de cobre, uno de magnesio y uno de zinc.^[73]​

Esta enzima media la reacción final en la cadena de transporte de electrones y los transfiere al oxígeno, mientras bombea protones a través de la membrana.^[74]​ El aceptor de electrones final es el oxígeno, llamado también aceptor terminal de electrones, el cual es reducido a agua en este paso. Tanto el bombeo directo de protones y la consumición de protones de la matriz en la reducción de oxígeno contribuyen al gradiente de protones. La reacción catalizada es la oxidación de citocromo c y la reducción de oxígeno:

  ${\displaystyle {\mbox{4Cit c}}_{red}+{\mbox{O}}_{2}+{\mbox{8H}}_{matriz}^{+}\rightarrow {\mbox{4Cit c}}_{ox}+{\mbox{2H}}_{2}{\mbox{O}}+{\mbox{4H}}_{citosol}^{+}\,}$

El modelo original sobre como los complejos de la cadena respiratoria están organizados era que estos difundían libremente en la membrana mitocondrial.^[75]​ Sin embargo, datos recientes sugieren que los complejos podrían formar estructuras de alto orden llamadas supercomplejos o "respirasomas."^[76]​ En este modelo varios complejos existen como conjuntos organizados de enzimas que interaccionan entre ellas.^[77]​ Estas asociaciones podrían permitir la canalización de sustratos entre varios complejos de enzimas, aumentando su tasa y eficiencia en la transferencia de electrones.^[78]​ Dentro de los supercomplejos presentes en mamíferos, algunos componentes están presentes en mayor cantidad que otros, con una tasa entre complejos I/II/III/IV y ATP sintasa de aproximadamente 1:1:3:7:4.^[79]​ Sin embargo, el debate sobre la hipótesis de estos supercomplejos aún no está resuelta, ya que algunos datos no parecen ajustarse a este modelo.^[41]​^[80]​

En contraste con la similitud general en cuanto a estructura y función de la cadena de transporte de electrones en eucariotas, las bacterias y arqueas poseen una gran variedad de enzimas de transferencia de electrones. Estas utilizan un conjunto igualmente amplio de sustratos.^[81]​ Al igual que en los eucariotas, la cadena de transporte de electrones de los procariotas utiliza la energía liberada de la oxidación de un sustrato para bombear iones a través de la membrana y generar un gradiente electroquímico. En bacterias, la fosforilación oxidativa en Escherichia coli ha sido estudiada en profundidad, mientras que los sistemas de arqueas han sido poco estudiados.^[82]​

La principal diferencia entre la fosforilación oxidativa en procariotas y eucariotas es que tanto bacterias como arqueas utilizan una gran variedad de donantes y aceptores de electrones. Esto permite a los procariotas desarrollarse en una amplia variedad de condiciones ambientales.^[83]​ En E. coli, por ejemplo, la fosforilación oxidativa puede ser llevada a cabo por un gran número de pares de agentes reductores y oxidantes, los cuales son listados a continuación. El potencial medio de un químico mide cuanta energía es liberada cuanto este es oxidado o reducido, teniendo los agentes reductores un potencial negativo y los agentes oxidante un potencial positivo.

Como se muestra en la tabla anterior, E. coli es capaz de crecer con agentes reductores como el formiato, hidrógeno, o lactato como donantes de electrones, y nitrato, DMSO, u oxígeno como aceptores.^[83]​ La mayor diferencia en el potencial entre un agente oxidante y uno reductor indica una mayor liberación de energía cuando reaccionan. Dentro de estos compuestos, el par succinato/fumarato es inusual, ya que su potencial es muy cercano a cero. El succinato puede ser oxidado a fumarato si se encuentra en presencia de un fuerte agente oxidante como el oxígeno, y el fumarato puede ser reducido utilizando un fuerte agente reductor como lo es el formiato. Estas reacciones alternativas son catalizadas por la succinato deshidrogenasa y la fumarato reductasa, respectivamente.^[85]​

Algunos procariotas utilizan pares redox que poseen una muy pequeña diferencia de potencial. Por ejemplo, las bacterias nitrificantes tales como Nitrobacter oxidan nitrito a nitrato, donando electrones al oxígeno. La pequeña cantidad de energía liberada en esta reacción es suficiente como para bombear protones y generar ATP, pero no es suficiente como para producir NADH o NADPH directamente para su uso en el anabolismo.^[86]​ Este problema es solucionado utilizando una nitrito oxidorreductasa para producir la suficiente fuerza protón motriz como para hacer funcionar la cadena de transporte de electrones en sentido inverso, haciendo que el complejo I genere NADH.^[87]​^[88]​

Los procariotas controlan su uso de donantes y aceptores de electrones variando las enzimas que producen, en respuesta a condiciones ambientales.^[89]​ Esta flexibilidad es posible porque diferentes oxidasas y reductasas utilizan las mismas reservas de ubiquinona. Esto permite que muchas combinaciones de enzimas funcionen en conjunto, unidas por un intermediario común de ubiquinol.^[84]​ Por ello es que estas cadenas respiratorias tienen un diseño modular fácilmente intercambiable con otros conjuntos de enzimas.

Además de esta diversidad metabólica, los procariotas también poseen una variedad de isoenzimas – diferentes enzimas que catalizan la misma reacción. Por ejemplo, en E. coli, hay dos tipos diferentes de ubiquinol oxidasa utilizando oxígeno como un aceptor de electrones. Bajo condiciones aeróbicas, la célula utiliza una oxidasa con baja afinidad por el oxígeno que es capaz de transportar dos protones por electrón. Sin embargo, si los niveles de oxígeno caen, cambian a una oxidasa que transfiere solo un protón por electrón, pero tiene una elevada afinidad por el oxígeno.^[90]​

ATP sintasa, también llamada complejo V, es la enzima final del proceso de la fosforilación oxidativa. Esta enzima se encuentra en todas las formas de vida y funciona de la misma manera tanto en procariotas como en eucariotas.^[91]​ Esta enzima usa la energía almacenada en un gradiente de protones a través de la membrana para llevar a cabo la síntesis de ATP desde ADP y fosfato (P_i). Las estimaciones del número de protones necesarios para sintetizar una molécula de ATP oscilan entre tres y cuatro,^[92]​^[93]​ y algunos investigadores sugieren que las células pueden variar esta proporción, para ajustarse a diferentes condiciones.^[94]​

  ${\displaystyle {\mbox{ADP}}+{\mbox{P}}_{i}+{\mbox{4H}}_{citosol}^{+}\rightleftharpoons {\mbox{ATP}}+{\mbox{H}}_{2}{\mbox{O}}+{\mbox{4H}}_{matriz}^{+}}$

Esta reacción de fosforilación es un equilibrio, que puede ser cambiado alterando la fuerza protón motriz. En ausencia de una fuerza protón motriz, la reacción de la ATP sintasa se desplazará hacia la izquierda, hidrolizando ATP y bombeando protones fuera de la matriz a través de la membrana. Sin embargo, cuando la fuerza protón motriz es alta, la reacción es forzada a desplazarse en la dirección opuesta; de izquierda a derecha, permitiendo el flujo de protones en el sentido de su gradiente de concentración produciendo ADP desde ATP.^[91]​ Es más, en la cercanamente relacionada proteína H+-ATPasa tipo vacuolar, la misma reacción es usada para acidificar los compartimentos celulares, bombeando protones e hidrolizando ATP.^[95]​

La ATP sintasa es un complejo masivo de proteínas con forma de hongo. El complejo de enzimas en mamíferos contiene 16 subunidades y posee una masa de aproximadamente 600 kilodaltons.^[96]​ La porción embebida en la membrana es llamada F_O y contiene un anillo de subunidades c y el canal de protones. El pedúnculo y la parte superior esférica es llamada F₁ y es el sitio donde ocurre la síntesis de ATP. La porción esférica del extremo de F₁ contiene seis proteínas de dos tipos diferentes (tres subunidades α y tres subunidades β), mientras que el "pedúnculo" consiste solo en una proteína: la subunidad γ, con un extremo extendiéndose en la esfera de subunidades α y β.^[97]​ Ambas subunidades, α y β se unen a nucleótidos, pero solo la subunidad β cataliza la síntesis de ATP. Alcanzando por la base una porción de F₁ e introduciéndose en la membrana se encuentra una larga subunidad en forma de bastón que ancla las subunidades α y β en la base de la enzima.

A medida que los protones atraviesan la membrana a través del canal en la base de la ATP sintasa, F_O entra en rotación.^[98]​ Esta rotación puede ser provocada por cambios en la ionización de aminoácidos en el anillo de subunidades c provocando interacciones electrostáticas que impulsan el anillo de subunidades c a través del canal de protones.^[99]​ Este anillo de rotación provoca la rotación del eje central (el pedúnculo de la subunidad γ) dentro de las subunidades α y β. Estas subunidades son incapaces de rotar debido al brazo lateral que actúa como un estátor. Este movimiento del extremo de la subunidad γ en el interior de la esfera de subunidades α y β provee de energía para los sitios activos en las subunidades β para llevar a cabo un ciclo de movimientos que generan y luego liberan ATP.^[100]​

La reacción de síntesis de ATP es llamada «mecanismo de cambio de unión» —del inglés binding change mechanism— e involucra el sitio activo de una subunidad β en ciclando a través de tres estados.^[11]​ En el estado "abierto", el ADP y el fosfato entran en el sitio activo (mostrado en marrón en el diagrama). La proteína luego captura las moléculas y se une a ellas ligeramente (mostrado en rojo). La enzima luego cambia su conformación nuevamente y acerca las moléculas, con el sitio activo en el estado final (mostrado en rosado) uniendo el recién formada molécula de ATP con una elevada afinidad. Finalmente, el sitio activo cicla de nuevo a su estado original abierto, liberando ATP y uniéndose a más ADP y fosfato, preparándose así para el próximo ciclo.

En algunas bacterias y arqueas, la síntesis de ATP es llevada a cabo por el movimiento de iones sodio a través de la membrana celular, en lugar del movimiento de protones.^[101]​^[102]​ Arqueas tales como Methanococcus poseen la sintasa A₁A_o, una forma de la enzima que contiene proteínas adicionales con muy poca similitud en cuanto a su secuencia con otras subunidades de ATP sintasa de bacterias o eucariotas. Es posible que en algunas especies, la forma A₁A_o de la enzima sea una ATP sintasa especializada en el transporte de sodio,^[103]​ pero esto puede que no sea así en todos los casos.^[102]​

Existen varias drogas y toxinas que inhiben la fosforilación oxidativa. Aunque estas toxinas inhiben solo una enzima en la cadena de transporte de electrones, la inhibición de cualquier paso detiene el resto del proceso. Por ejemplo, cuando la oligomicina inhibe a la enzima ATP sintasa, los protones no pueden ser devueltos a la mitocondria.^[104]​ Como resultado, las bombas de protones son incapaces de operar, y el gradiente se torna demasiado fuerte como para ser superado. NADH deja de ser oxidado y el ciclo del ácido cítrico deja de operar porque la concentración de NAD⁺ cae por debajo de la concentración que estas enzimas pueden utilizar.

• Cianuro: El cianuro es un potente veneno que inhibe la cadena de transporte de electrones y la fosforilación oxidativa bloqueando el paso de electrones del citocromo a3 al oxígeno en el complejo IV. Esto bloquea la cadena de transporte de electrones, lo que conlleva que no se genere el gradiente de protones y por tanto no se produzca la obtención de ATP con la consiguiente acumulación de NADH y FADH₂. Además el cianuro se une a la hemoglobina impidiendo también la captación de oxígeno.
• Oligomicina: La oligomicina, un antibiótico producido por Streptomyces, inhibe a la ATP pasa al unirse a la subunidad Fo e interferir en el transporte de H+ a través de Fo, inhibe por lo tanto la síntesis de ATP y como consecuencia de no eliminar el gradiente de protones se inhibe también a la cadena de transporte de electrones, por lo tanto disminuirá el consumo de O₂ y se acumulará NADH y FADH₂.
• 2,4-Dinitrofenol: El 2,4-dinitrofenol es un agente desacoplante, es decir, desacopla la cadena de transporte de electrones de la fosforilación oxidativa. El desacoplamiento se produce ya que el 2,4-dinitrofenol hace permeable a los protones de la membrana interna mitocondrial deshaciendo la relación obligada entre la cadena respiratoria y la fosforilación oxidativa. El efecto de este veneno por tanto es la inhibición de la producción de ATP al no generarse el gradiente de pH pero si permite que la cadena de transporte de electrones continúe funcionando.

No todos los inhibidores de la fosforilación oxidativa son toxinas. En el tejido adiposo marrón, los canales de protones regulados llamados proteínas desacopladoras son capaces de desacoplar la respiración de la síntesis de ATP.^[109]​ Esta respiración rápida produce calor, y es particularmente importante como una vía para mantener la temperatura corporal en la hibernación de los animales, aunque estas proteínas pueden también tener una función más general en la respuesta de las células al estrés oxidativo.^[110]​

• Metabolismo
• Translocasa de la membrana interna
• Translocasa de la membrana externa
• Respirometría

Introductorias

• Nelson DL; Cox MM (2007). Lehninger Principios de Bioquímica (5ta edición). Omega, S.A., Barcelona. ISBN 9788428214865.  La referencia utiliza el parámetro obsoleto |coautores= (ayuda)
• Schneider ED; Sagan D (2006). Into the Cool: Energy Flow, Thermodynamics and Life (1ª edición). University of Chicago Press. ISBN 0-226-73937-6.  La referencia utiliza el parámetro obsoleto |coautores= (ayuda)
• Lane N (2006). Power, Sex, Suicide: Mitochondria and the Meaning of Life (1ª edición). Oxford University Press, EE. UU. ISBN 0199205647. 

Avanzadas

• Nicholls DG; Ferguson SJ (2002). Bioenergetics 3 (1ª edición). Academic Press. ISBN 0-125-18121-3.  La referencia utiliza el parámetro obsoleto |coautores= (ayuda)
• Haynie D (2001). Biological Thermodynamics (1ª edición). Cambridge University Press. ISBN 0-521-79549-4. 
• Rajan SS (2003). Introduction to Bioenergetics (1ª edición). Anmol. ISBN 8-126-11364-2. 
• Wikstrom M (Ed) (2005). Biophysical and Structural Aspects of Bioenergetics (1ª edición). Royal Society of Chemistry. ISBN 0-854-04346-2. 

• Diagramas animados ilustrando la fosforilación oxidativa. Wiley and Co Concepts in Biochemistry (en inglés).
• Fosforilación oxidativa. Metabolic Pathways of Biochemistry, de la Universidad George Washington (en inglés).
• Lecturas de biofísica Archivado el 2 de mayo de 2009 en Wayback Machine. de Antony Crofts, Universidad de Illinois en Urbana-Champaign (en inglés).

• Esta obra contiene una traducción derivada de «Oxidative phosphorylation» de Wikipedia en inglés, publicada por sus editores bajo la Licencia de documentación libre de GNU y la Licencia Creative Commons Atribución-CompartirIgual 4.0 Internacional.